Système Cardiovasculaire I

Par Dr. Moïse Bakehe

La fonction du systme cardiovasculaire est dacheminer oxygne et nutriments dans divers organes et de collectionner, en retour, le gaz carbonique. Pour assurer efficacement cette fonction de nutrition et dentretien, le systme cardiovasculaire a besoin de maintenir lintgrit de sa structure anatomique pour pouvoir rpondre aux diffrentes stimulations hormonales. Nous avons donc rassembl, dans ce livre, les donnes scientifiques trs bien connues pour rappeler la structure du systme cardiovasculaire et surtout pour souligner les principes qui gouvernent la signalisation dans les cellules cardiovasculaires. Les mcanismes comparables dcrits avec dautres types de cellules ont t aussi rapports.

• Langue: Français
• Éditeur: Xlibris US
• Date de sortie: 6 févr. 2013
• ISBN: 9781479763634

Dr. Moïse Bakehe

Moïse BAKEHE est né au Cameroun. Après plusieurs années d’études pré-universitaires dans ce pays, il obtient, en 1987, une bourse du gouvernement camerounais pour faire les études universitaires en France. En 1997, Moïse BAKEHE obtient le grade de Docteur de l’Université Paris XII en Sciences de la Vie et de la Santé. De 1999 à 2000, il est accepté comme Postdoctoral Research Fellow au centre de recherche de l’Institut de Cardiologie de Montréal au Canada. En 2008, il obtient le titre d’Associé de Recherche Clinique Certifié avec le centre de recherche Kriger au Canada. Moïse BAKEHE est, par ailleurs, auteur d’articles publiés dans les revues scientifiques.

Aperçu du livre

Copyright © 2013 by Dr. Moïse Bakehe, Ph.D., CCRA.

All rights reserved. No part of this book may be reproduced or transmitted in any form or by any means, electronic or mechanical, including photocopying, recording, or by any information storage and retrieval system, without permission in writing from the copyright owner.

To order additional copies of this book, contact:

Xlibris Corporation

1-888-795-4274

www.Xlibris.com

90898

TABLE DES MATIÈRES

PARTIE I

ANATOMIE-BIOLOGIE CELLULAIRE

1.1. Introduction

1.2. Anatomie Du Cœur

1.3. Anatomie Des Vaisseaux Sanguins

1.4. Contrôle Du Système Cardiovasculaire Par Les SYSTÈMES Nerveux Central Et Périphérique

1.5. Résumé & Conclusion

1.6. Références Bibliographiques

2.1. Introduction

2.2. Morphologies des cellules cardiovasculaires

2.3. Ultrastructures des cellules Cardiovasculaires

2.4. Jonctions Entre Les Cellules Cardiovasculaires

2.5. Résumé & Conclusion

2.6. références bibliographiques

PARTIE II

SIGNALISATION INTRACELLULAIRE

3.1. Introduction

3.2. Récepteurs Couplés Aux Protéines G (GPCRs)

3.3. Récepteurs Kinases (Krs)

3.4. Résumé & Conclusion

3.5. Références Bibliographiques

4.2. Familles Des Sous-Unités Alpha Des Protéines G

4.3. Familles Des Sous-Unités Bêta Des protéines g

4.4. Familles Des Sous-Unités Gamma Des Protéines G

4.5. Interactions Entre Les Sous-Unités Des Protéines G

4.6. Résumé & Conclusion

4.7. Références Bibliographiques

5.1. Introduction

5.2. Famille Ras

5.3. Famille Rho

5.4. Superfamille Arfs

5.5. Famille Rab

5.6. Famille Ran

5.7. Résumé & Conclusion

5.8. Références Bibliographiques

6.1. Introduction

6.2. ADÉNYLATES CYCLASES (ACs)

6.3. Guanylates Cyclases (Gcs)

6.4. Résumé & Conclusion

6.5. Références Bibliographiques

7.1. Introduction

7.2. Phospholipases A1 (Pla1)

7.3. Phospholipases A2 (Pla2)

7.4. Phospholipases C (Plc)

7.5. Phospholipases D (Pld)t

7.6. Résumé & Conclusion

7.7. Références Bibliographiques

8.1. Introduction

8.2. Protéines Sérines/Thréonines Kinases

8.3. Protéines Tyrosines Kinases

8.4. Protéines Kinases À Double Spécificité

8.5. Résumé & Conclusion

8.6. Références Bibliographiques

9.1. Introduction

9.2. Protéines Sérines/Thréonines Phosphatases (Pps)

9.3. Protéines Tyrosines Phosphatases (Ptps)

9.4. Protéines Phosphatases À Double Spécificité (Dsps)

9.5. Résumé & Conclusion

9.6. Références Bibliographiques

PARTIE I

ANATOMIE-BIOLOGIE CELLULAIRE

1.1. Introduction

Le système cardiovasculaire est principalement constitué du cœur et des vaisseaux sanguins.

Le cœur, principal organe du système cardiovasculaire, prend son origine embryonnaire au niveau du mésoderme chez tous les vertébrés (Chen & coll., 1996; Brutsaert & coll., 1996; Stainier & coll., 2002). En effet, à la fin de la gastrulation, les cellules embryonnaires mésodermiques forment initialement deux tubes cardiaques qui vont, ensuite, fusionner donnant naissance au tube myocardique primitif (Brutsaert & coll., 1996; Stainier & coll., 2002). La formation de ce tube myocardique primitif est accompagnée de l’apparition des premières contractions spontanées du cœur (Brutsaert & Andries, 1992; Brutsaert & coll., 1996; Stainier & coll., 2002). La plupart des structures anatomiques du cœur observées à l’âge adulte chez l’homme vont alors se mettre progressivement en place jusqu’à la septième semaine de vie fœtale (Vernall & coll., 1962; Brutsaert & Andries, 1992; Brutsaert & coll., 1996). Au contraire, les vaisseaux sanguins ont des origines embryonnaires diverses chez les vertébrés (Stockard, 1915; Thayer & coll., 1995; Tomanak & coll., 1996; Hungerford & coll., 1996). Tout d’abord, les cellules embryonnaires d’origine épiblastique et/ou mésodermique vont former des tubes endothéliaux primitifs sous forme de plusieurs ilots sanguins de différentiation cellulaire (Tomanak & coll., 1996; Drake & coll., 1998; Ratajska & Fiejka, 1999). Ces tubes endothéliaux primitifs vont, ensuite, attirer les cellules embryonnaires mésenchymateuses à l’origine de la formation des cellules du muscle lisse vasculaire (Thayer & coll., 1995; Drake & coll., 1998). La mise en place du réseau vasculaire à partir de ces tubes endothéliaux primitifs va finalement se faire à travers les processus de vasculogenèse et d’angiogenèse développementales chez l’embryon (Hungerford & coll., 1996; 1999). Toutes les structures finales du système cardiovasculaire sont déjà en place un à deux mois avant la naissance chez l’homme (Brutsaert & coll., 1996). Quelques structures temporaires permettant d’assurer les échanges sanguins entre la mère et le fœtus comme le canal artériel, le canal veineux ou canal d’Arantius, et le foramen ovale ou trou de Botal persistent, tout de même, avant de disparaitre totalement à la naissance toujours chez l’homme (Heymann & Rudolph, 1975; Coceani & Olly, 1988; Dzialowski & coll., 2011). Le développement et la maturation du système cardiovasculaire vont continuer quelques semaines voire quelques années après la naissance chez tous les vertébrés avec le remodelage et la croissance des cellules (Hislop & Reid, 1978; Brutsaert & coll., 1996; Hungerford & coll., 1996; 1999; Stainier & coll., 2002). L’organisation structurale du système cardiovasculaire chez les mammifères adultes est surtout en relation avec sa fonction celle d’assurer à toutes les cellules de notre organisme les apports en oxygène (O2) et en nutriments et de collecter, en retour, le gaz carbonique (CO2) à travers la circulation du sang.

Le but donc de ce premier chapitre est de rapporter très brièvement les résultats de la littérature sur la structure anatomique du système cardiovasculaire en relation avec sa fonction chez les mammifères adultes sans oublier le contrôle exercé par les systèmes nerveux central et périphérique.

1.2. Anatomie Du Cœur

1.2.1. Paroi du cœur

1.2.1.1. Endocarde

L’endocarde, encore appelé endothélium cardiaque, est la tunique la plus interne de la paroi du cœur (figure 1.1). Il est constitué d’une seule couche de cellules endocardiques ou cellules endothéliales cardiaques qui sont reliées entre-elles par des jonctions intercellulaires (Melax & Leeson, 1967; Brutsaert and Andries, 1992; Andries & Brutsaert, 1993; Brutsaert & coll., 1996). L’endocarde est beaucoup plus épais au niveau des oreillettes à cause de la taille de ses cellules (Melax & Leeson, 1967; Brutsaert and Andries, 1992; Andries & Brutsaert, 1993; Brutsaert & coll., 1996). Il joue le rôle de barrière sang - organe capable de réguler les échanges entre le sang et le myocarde (Melax & Leeson, 1967; Brutsaert and Andries, 1992; Andries & Brutsaert, 1993; Brutsaert & coll., 1996). L’endocarde est aussi et surtout le siège de synthèse de nombreux médiateurs localement impliqués dans la régulation de l’activité cardiaque (Brutsaert and Andries, 1992; Andries & Brutsaert, 1993; Brutsaert & coll., 1996). Il est séparé du myocarde par une lame basale interne ou la lamine interne essentiellement constituée des fibres de collagène (Melax & Leeson, 1967; Brutsaert and Andries, 1992; Andries & Brutsaert, 1993; Brutsaert & coll., 1996). L’épaisseur de cette lame basale interne n’est pas uniforme laissant apparaître certaines discontinuités surtout au niveau des oreillettes et des valves (Melax & Leeson, 1967; Brutsaert and Andries, 1992; Andries & Brutsaert, 1993; Brutsaert & coll., 1996). L’observation ultrastructurale de la lame basale interne montre la présence des fibroblastes, des terminaisons nerveuses des fibres sensitives, et des capillaires sanguins (Melax & Leeson, 1967; Brutsaert and Andries, 1992; Andries & Brutsaert, 1993; Brutsaert & coll., 1996).

1.2.1.2. Myocarde

Le myocarde ou muscle cardiaque est la tunique médiane de la paroi du cœur (figure 1.1). Il est constitué des paquets ou des bandes de fibres myocardiques qui s’entremêlent dans différentes directions en ceinturant les cavités cardiaques (Barr & coll., 1965; Greenbaum & coll., 1981; Shimada & coll., 1988). Cette disposition des paquets de fibres myocardiques les rend beaucoup plus efficaces au cours de la contraction du cœur (Mall & coll., 1911; Barr & coll., 1965; Greenbaum & coll., 1981). Le myocarde est le lieu où se produisent les phénomènes de contraction et de relaxation du cœur. Le myocarde du ventricule gauche est plus épais que celui du ventricule droit à cause de la différence dans le travail développé par les deux ventricules et la partie du myocarde la plus épaisse du ventricule gauche se trouve au niveau de l’apex à cause de la présence des muscles trabéculaires (Barr & coll., 1965; Greenbaum & coll., 1981). Les paquets de fibres myocardiques sont bien sûre constitués de fibres myocardiques ou cardiomyocytes qui sont placées côte-à-côte et reliés entre-elles par les jonctions intercellulaires (Barr & coll., 1965; Shimada & coll., 1988). Entre les paquets de fibres myocardiques, se trouve le tissu conjonctif lâche essentiellement constitué des fibres d’élastine et du collagène (Barr & coll., 1965; Shimada & coll., 1988). Le tissu conjonctif lâche du myocarde est irrigué par les capillaires sanguins et lymphatiques (Barr & coll., 1965; Shimada & coll., 1988). On y trouve aussi des macrophages et des leucocytes qui ont un rôle à jouer dans la défense immunitaire du tissu cardiaque (Barr & coll., 1965; Shimada & coll., 1988). Le myocarde repose sur la lame viscérale du péricarde séreux appelée épicarde (Kluge & Hovig, 1967; Ishihara & coll., 1980).

1.2.1.3. Péricarde

Le péricarde est la tunique la plus externe de la paroi du cœur (figure 1.1). Il est constitué de deux couches : une couche externe appelée péricarde fibreux et une couche interne appelée péricarde séreux (Kluge & Hovig, 1967; Ishihara & coll., 1980). Le péricarde séreux est formé d’une lame pariétale située proche du péricarde fibreux et d’une lame viscérale ou épicarde accolée au myocarde (Kluge & Hovig, 1967; Andrews & Porter, 1973; Ishihara & coll., 1980; 1981; Allen & coll., 1984; Michailova, 1996). Les deux lames sont séparées par un espace virtuel appelé espace péricardique ou cavité péricardique (Kluge & Hovig, 1967; Andrews & Porter, 1973; Ishihara & coll., 1980). Cette dernière est tapissée par une seule couche de cellules mésothéliales appelée mésothélium qui synthétise et sécrète le liquide péricardique (Kluge & Hovig, 1967; Andrews & Porter, 1973; Ishihara & coll., 1980). Ce dernier joue le rôle de lubrifiant qui facilite les mouvements du cœur. Il sert aussi d’amortisseur de chocs dirigés contre le cœur. L’épicarde est uniquement formée des bandes de collagène qui enveloppent le myocarde dans plusieurs directions (Kluge & Hovig, 1967; Ishihara & coll., 1980; Braga-Vilela & coll., 2008). Le péricarde fibreux est constitué des fibres de collagène et d’élastine qui enveloppent le cœur et le maintien sur place en le fixant, par le biais du tissu conjonctif, sur certains sites intra-thoraciques comme le sternum, la colonne vertébrale, et les tendons diaphragmatiques (Kluge & Hovig, 1967; Ishihara & coll., 1980).

1.2.2. Cavités cardiaques

1.2.2.1. Cavités auriculaires

Le cœur possède deux oreillettes (droite et gauche) séparées par le septum interauriculaire (figure 1.1). Les cavités des oreillettes droite et gauche reçoivent respectivement le sang pauvre en O2 provenant des organes et le sang riche en O2 provenant des poumons. Chez l’homme, le sang pauvre en O2 est acheminé vers le cœur par les veines caves inférieure et supérieure qui s’ouvrent, à travers deux orifices, dans la cavité auriculaire droite tandis que le sang riche en O2 arrive au cœur par les veines pulmonaires qui s’ouvrent à travers quatre orifices dans la cavité auriculaire gauche (Greenbaum & coll., 1981; Lu & coll., 1993; Crick & coll., 1998). La surface du myocarde en regard des cavités auriculaires forme des replis très minces sous forme pectinée qui ont pour rôle d’augmenter la surface de contact avec le sang (Greenbaum & coll., 1981; Lu & coll., 1993; Crick & coll., 1998).

1.2.2.2. Cavités ventriculaires

Le cœur possède aussi deux ventricules (droit et gauche) séparés par le septum interventriculaire (figure 1.1). Les cavités des ventricules droit et gauche reçoivent respectivement le sang contenu dans les oreillettes droite et gauche. Elles sont en relation directe avec les cavités auriculaires à travers les valves intracardiaques (Greenbaum & coll., 1981; Lu & coll., 1993; Crick & coll., 1998). La surface du myocarde en regard des cavités ventriculaires montre des replis charnus appelés muscles trabéculaires (Greenbaum & coll., 1981; Lu & coll., 1993; Crick & coll., 1998). Les fines portions de ces muscles trabéculaires se lient directement à des muscles sous forme de piliers appelés muscles papillaires (Greenbaum & coll., 1981; Lu & coll., 1993; Crick & coll., 1998). Les muscles trabéculaires et papillaires renforcent l’efficacité de la contraction des ventricules et jouent aussi un rôle dans le fonctionnement des valves intracardiaques (Crick & coll., 1998).

1.2.3. Valves auriculo-ventriculaires

1.2.3.1. Valve auriculo-ventriculaire gauche

La valve auriculo-ventriculaire gauche ou valve mitrale met en relation directe les cavités de l’oreillette et du ventricule gauches (figure 1.1). Elle est normalement constituée de deux cuspides (valve bicuspide), du cordage tendineux, et des muscles papillaires (Bindley, 1878; Haycraft, 1890; Silverman & Hurst, 1968; Lim & Boughner, 1976a;b;c; Lim, 1980; Millington-Sanders & coll., 1998). Les cuspides sont formées de plaques cartilagineuses enrobées dans du tissu conjonctif lâche qui favorise leur insertion autour d’un anneau de collagène dense appelé anneau mitrale (Lim & Boughner, 1976a;b;c; Lim, 1980; Greenbaum & coll., 1981; Kvasnicka & Vokrouhlicky, 1991; Icardo & Colvee, 1995a;b; Millington-Sanders & coll., 1998). La présence des fibroblastes, des terminaisons nerveuses des fibres sensitives et sympathiques a été rapportée dans le tissu conjonctif lâche de la valve mitrale (Icardo & Colvee, 1995a;b; Ahmed & coll., 1997). Le cordage tendineux qui relie les cuspides aux muscles papillaires est constitué de l’extérieur vers l’intérieur par une couche de cellules endocardiques, des fibres élastiques, et des fibres du collagène (Lim & Boughner, 1976a;b;c; Lim, 1980; Millington-Sanders & coll., 1998). Les cuspides de la valve mitrale s’ouvrent, sous le poids du sang oxygéné contenu dans l’oreillette gauche, laissant ainsi le sang s’écouler dans le ventricule gauche (Bindley, 1878; Haycraft, 1890; Latham, 1964; Luisada, 1971; Silbiger & Bazaz, 2009). Elles se referment brusquement sous l’action du sang chassé vers la circulation systémique, au cours de la contraction du ventricule gauche, générant ainsi une grande vibration à l’origine du premier bruit cardiaque (Bindley, 1878; Haycraft, 1890; Leatham, 1964; Luisada, 1971; Silbiger & Bazaz, 2009).

1.2.3.2. Valve auriculo-ventriculaire droite

La valve auriculo-ventriculaire droite met en relation directe les cavités de l’oreillette et du ventricule droits (figure 1.1). On note quelques différences anatomiques entre les valves auriculo-ventriculaires gauche et droite. Tout d’abord, la valve auriculo-ventriculaire droite est normalement constituée de trois cuspides et non de deux cuspides comme cela est observé avec la valve mitrale (Lim & Boughner, 1976a;b;c; Lim, 1980; Bezerra & coll., 1992; Icardo & Colvee, 1995a;b; Millington-Sanders & coll., 1998). Deuxièmement, l’anneau sur lequel s’insèrent les cuspides de la valve auriculo-ventriculaire droite appelé anneau tricuspide est essentiellement constitué des fibres élastiques (Greenbaum & coll., 1981; Kvasnicka & Vokrouhlicky, 1991; Millington-Sanders & coll., 1998). Troisièmement, les anneaux mitrale et tricuspide se prolongent respectivement par les trigones fibreux gauche et droite qui sont reliés par un corps fibreux central très dense le tout formant le squelette fibreux du cœur (Greenbaum & coll., 1981; Kvasnicka & Vokrouhlicky, 1991; Millington-Sanders & coll., 1998). Quatrièmement et enfin, les fibres de collagène du cordage tendineux de la valve auriculo-ventriculaire droite sont moins épaisses par rapport à celles qu’on trouve dans le cordage tendineux de la valve mitrale (Lim & Boughner, 1976a;b;c; Lim, 1980; Bezerra & coll., 1992; Millington-Sanders & coll., 1998). Malgré ces différences structurales, les modes de fonctionnement des valves auriculo-ventriculaires droite et gauche restent quasi similaires. Les cuspides de la valve auriculo-ventriculaire droite s’ouvrent, sous le poids du sang riche en CO2 contenu dans l’oreillette droite, laissant alors le sang s’écouler dans le ventricule droit (Bindley, 1878; Haycraft, 1890; Leatham, 1964; Luisada, 1971; Silbiger & Bazaz, 2009). Elles se referment brusquement sous l’action du sang chassé vers la circulation pulmonaire, au cours de la contraction du ventricule droit, provoquant ainsi une vibration à la genèse du premier bruit cardiaque (Bindley, 1878; Haycraft, 1890; Leatham, 1964; Luisada, 1971; Silbiger & Bazaz, 2009).

1.2.4. Valves semi-lunaires

1.2.4.1. Valve aortique

La valve aortique normale est une valve tricuspide située au niveau du tronc aortique (Bindley, 1878; Leatham, 1964; Luisada, 1971). Les cuspides de cette valve sont différentes de celles observées dans les valves intracardiaques. Elles sont constituées de trois principales couches : une couche fibreuse située du côté du prolongement vasculaire et riche en fibres de collagène qui forment de larges replies en surface; suivie au milieu d’une couche spongieuse avec des fibres élastiques et de petites bandes de collagène; et de la couche ventricularis en regard de la cavité du ventricule gauche riche aussi en fibres de collagène (Armiger & coll., 1985). On trouve les cellules fibroblastiques dans ces trois couches et la surface des cuspides est recouverte par l’endothélium vasculaire (Armiger & coll., 1985). Les cuspides de la valve aortique sont insérées sur un anneau jonctionnel situé à la limite du ventricule gauche et de l’aorte (Anderson & coll., 1991; 1996). Elles s’ouvrent sous la pression du sang chassé au cours de la contraction du ventricule gauche laissant ainsi échapper le sang oxygéné vers la circulation systémique (Bindley, 1878; Leatham, 1964; Luisada, 1971). Elles se referment, ensuite, brusquement sous l’action du sang présent dans la circulation systémique qui a tendance à retourner dans le ventricule gauche générant ainsi une vibration à l’origine du deuxième bruit cardiaque (Bindley, 1878; Leatham, 1964; Luisada, 1971).

1.2.4.2. Valve pulmonaire

La valve pulmonaire normale est une valve tricuspide située au niveau du tronc artériel pulmonaire (Bindley, 1878; Leatham, 1964; Luisada, 1971; Armiger & coll., 1985). Elle affiche les mêmes caractéristiques histologiques et cytologiques que la valve aortique (Armiger & coll., 1985). Le fonctionnement de ces deux valves est similaire. Les cuspides de la valve pulmonaire s’ouvrent, sous la pression du sang éjecté au cours de la contraction du ventricule droit, laissant ainsi échapper le sang riche en CO2 vers la circulation pulmonaire (Bindley, 1878; Leatham, 1964; Luisada, 1971). Elles se referment, ensuite, brusquement sous l’action du sang présent dans la circulation pulmonaire qui a tendance à retourner dans le ventricule droit générant ainsi une vibration à l’origine du deuxième bruit cardiaque (Bindley, 1878; Leatham, 1964; Luisada, 1971).

1.2.5. Système de conduction du cœur

1.2.5.1. Nœud de Keith et de Flack

Arthur Keith & Martin Flack (1907) furent les premiers à découvrir le nœud qui porte leurs noms dans le système de conduction du cœur (figure1.1). Le nœud de Keith et de Flack, encore appelé nœud sinusal, est situé au niveau de l’oreillette droite à l’embouchure des veines caves inférieure et supérieure (Keith & Flack, 1907; Hudson, 1960). La grande partie de ce nœud repose sous le tissu gras du péricarde (Hudson, 1960). Le nœud sinusal est histologiquement constitué des paquets de petites fibres myocardiques ou de cellules nodales séparés par un tissu conjonctif lâche essentiellement composé des fibres élastiques et des fibres de collagène (Hudson, 1960; James & coll., 1966; Bleeker & coll., 1980; Masson-Prévet & coll., 1984; Opthof & coll., 1985; 1987). Le nœud sinusal est cytologiquement constitué de petites cellules musculaires moins différenciées avec peu de sarcoplasme et des myofilaments éparses (Hudson, 1960; James & coll., 1966; Bleeker & coll., 1980; Masson-Prévet & coll., 1984; Opthof & coll., 1985; 1987). Il possède à son centre un groupe de cellules appelé «stimulateur cardiaque dominant» qui est à l’origine du rythme cardiaque (James & coll., 1966; Bleeker & coll., 1980; Masson-Prévet & coll., 1984; Opthof & coll., 1985; 1987). Les cellules de ce groupe se dépolarisent spontanément et rapidement générant ainsi le rythme normal du cœur (Bleeker & coll., 1980; Masson-Prévet & coll., 1984; Opthof & coll., 1985; 1987). L’influx dépolarisant se propage de cellule en cellule à l’intérieur du tissu nodal et dans le reste du myocarde auriculaire entraînant l’activation de l’oreillette droite (Masuda & Paes de Carvalho, 1975; Bleeker & coll., 1980; Masson-Prévet & coll., 1984; Opthof & coll., 1985; 1987). Le nœud sinusal se projette sur l’oreillette gauche à travers la bande de Bachmann et ses ramifications et sur le nœud auriculo-ventriculaire à travers les voies internodales situées le long du crista terminalis et du septum interauriculaire (Bachmann, 1912; Hudson, 1960; Masuda & Paes de Carvalho, 1975; Hiraoka & Sano, 1976; Masson-Prévet & coll., 1984; Meijler & Janse, 1988). On a montré la présence des fibroblastes, des terminaisons nerveuses sympathiques et parasympathiques, des artérioles, des capillaires sanguins et lymphatiques, et des veinules dans le tissu conjonctif lâche du nœud sinusal (James & coll., 1966; Bleeker & coll., 1980; Masson-Prévet & coll., 1984; Opthof & coll., 1985; 1987; Shimada & coll., 1988).

1.2.5.2. Nœud de Tawara

Sunao Tawara (1906) fut le premier à décrire le nœud qui porte son nom dans le système de conduction du cœur (figure1.1). Le nœud de Tawara, encore appelé nœud auriculo-ventriculaire, est situé à la base du septum interauriculaire non loin de l’embouchure du sinus coronarien (Tawara, 1906; Keith & Flack, 1907; James & Sherf, 1968a;b; Kim & Baba, 1971). Sa structure histologique et cytologique est comparable à celle du nœud sinusal avec des bandes de petites fibres myocardiques ou de cellules nodales qui sont séparées par un tissu conjonctif lâche essentiellement constitué des fibres du collagène (James & Sherf, 1968a;b; Kim & Baba, 1971; Opthof & coll., 1985; 1987). Tout comme le nœud sinusal, le nœud auriculo-ventriculaire est cytologiquement constitué de petites cellules musculaires avec peu de sarcoplasme et des myofilaments éparses (James & Sherf, 1968a;b; Kim & Baba, 1971). Il possède aussi à son centre un groupe de cellules qui se dépolarisent également de façon spontanée (James & Sherf, 1968a;b; Meijler & Janse, 1988). Cependant, le rythme du cœur est imposé par le nœud sinusal. En effet, le nœud auriculo-ventriculaire se comporte plutôt comme un stimulateur cardiaque latent capable tout de même de fonctionner de façon autonome (James & Sherf, 1968a;b; Opthof & coll., 1985; 1987; Meijler & Janse, 1988). Une autre fonction du nœud auriculo-ventriculaire est de retarder d’un dixième de seconde l’influx dépolarisant pour permettre aux ventricules de se remplir du sang provenant des oreillettes (James & Sherf, 1968a;b; Meijler & Janse, 1988). Cette fonction semble être liée à l’ensemble de la structure du système de conduction du cœur qui a tendance à augmenter les résistances entre les cellules tout en diminuant la vitesse de propagation de l’influx dépolarisant (Meijler & Janse, 1988). Enfin, le nœud auriculo-ventriculaire joue le rôle de filtre qui ne laisse passer que la quantité de l’influx nécessaire à l’activation des ventricules (James & Sherf, 1968a;b; Meijler & Janse, 1988). On a montré la présence des fibroblastes, des fibres nerveuses, et des capillaires sanguins et lymphatiques dans le tissu conjonctif lâche du nœud auriculo-ventriculaire (James & Sherf, 1968a;b; Kim & Baba, 1971; Weihe & Kalmback, 1978; Shimada & coll., 1988).

1.2.5.3. Faisceaux de His et fibres de Purkinje

Wilhem His Jr (1893) et Jan Evengelista Purkinje (1845) furent les découvreurs respectifs des faisceaux et des fibres qui portent leurs noms dans le système de conduction du cœur (figure1.1). Les faisceaux de His forment un lien histologique et fonctionnel entre le nœud auriculo-ventriculaire et les cellules de Purkinje. Le tronc commun des faisceaux de His fait suite au nœud auriculo-ventriculaire (James & Sherf, 1971a;b; Kim & Baba, 1971). Il suit, ensuite, le septum interventriculaire avant de bifurquer en deux branches appelées branches gauche et droite des faisceaux de His (James & Sherf, 1971a;b; Kim & Baba, 1971). Chacune de ces deux branches est prolongée par une arborescence de myotubes qui correspondent aux fibres de Purkinje (James & Sherf, 1971a;b; Kim & Baba, 1971). Les cellules des faisceaux de His et les fibres de Purkinje montrent aussi une activité spontanée comme dans les cellules stimulatrices du nœud sinusal et du nœud auriculo-ventriculaire (Lazzara & coll., 1975). L’influx dépolarisant des fibres de Purkinje est directement transmis aux cardiomyocytes ventriculaires entraînant ainsi l’activation et la contraction des ventricules. Le tissu conjonctif lâche enveloppant le tronc commun du faisceau de His et ses branches montre la présence des fibroblastes, des capillaires sanguins et lymphatiques (Weihe & Kalmback, 1978; Shimada & coll., 1988).

Bakehe_BookFigures01%20copy.jpg

Figure 1.1: représentation schématique d’une coupe longitudinale du cœur chez les mammifères montrant la paroi du cœur, les cavités du cœur, et le système de conduction.

1.3. Anatomie Des Vaisseaux Sanguins

1.3.1. Paroi des vaisseaux sanguins

1.3.1.1. Intima 

L’intima ou endothélium vasculaire est la couche la plus interne de la paroi vasculaire qui tapisse la face luminale des vaisseaux sanguins (figure 1.2). Il est constitué d’une seule couche de cellules endothéliales reliées entre-elles par des jonctions intercellulaires (Movat & Fernando, 1963; 1964; Fernando & Movat, 1964a;b; Karnovsky, 1967; Florey, 1968; Schwartz & Benditt, 1972; Hansen, 1987). L’endothélium vasculaire forme la barrière sang - organe qui a pour fonction de réguler le transport des nutriments et autres molécules du sang vers les organes et ceci vis-versa (Schwartz & Benditt, 1972). Il est le lieu de synthèse de nombreux médiateurs vasoactifs (Escourrou, 1991; Brutsaert & coll., 1996). L’endothélium vasculaire est séparé de la média par la membrane basale interne ou la lamine interne constituée des fibres d’élastine et de collagène (Schwartz & Benditt, 1972; Krizmanich & Lee, 1987; Liu & Casley-Smith, 1989; Brutsaert & coll., 1996).

1.3.1.2. Média 

La média est la couche médiane de la paroi vasculaire (figure 1.2). Elle est essentiellement constituée du muscle lisse vasculaire organisé en faisceaux non striés qui s’enroulent sous forme circulaire ou elliptique autour de l’axe luminal du vaisseau (Tani & coll., 1977; Krizmanich & Lee, 1987; Liu & Casley-Smith, 1989). Cette disposition des faisceaux du muscle lisse vasculaire favorise le ceinturage de la lumière des vaisseaux et la réduction de leurs calibres au cours de la vasoconstriction (Tani & coll., 1977; Krizmanich & Lee, 1987; Liu & Casley-Smith, 1989). Chaque faisceau possède plusieurs cellules du muscle lisse vasculaire (CMLV) qui sont disposées de façon parallèle et reliées entre-elles par des jonctions intercellulaires (Tani & coll., 1977; Krizmanich & Lee, 1987; Liu & Casley-Smith, 1989). Entre les faisceaux du muscle lisse vasculaire, se trouve le tissu conjonctif lâche essentiellement constitué des fibres d’élastine et du collagène (Fernando & coll., 1964; Krizmanich & Lee, 1987; Liu & Casley-Smith, 1989). On a rapporté la présence des fibroblastes, des macrophages, des leucocytes, et des terminaisons des fibres nerveuses dans ce tissu conjonctif de la média (Krizmanich & Lee, 1987; Liu & Casley-Smith, 1989; Higuchi & coll., 2000). L’épaisseur de la média varie en fonction du type vasculaire, du sexe, et même de l’âge (Ahmed, 1967; Hislop & Reid, 1978; Fleg, 1986; Krizmanich & Lee, 1987; Johnson & coll., 2001). La média est surtout le lieu où se produisent les phénomènes de contraction et de relaxation vasculaires. Elle est séparée de l’adventice par la membrane basale externe ou la lamine externe essentiellement constituée des fibres de collagène (Fernando & coll., 1964; Krizmanich & Lee, 1987; Liu & Casley-Smith, 1989; Higuchi & coll., 2000).

1.3.1.3. Adventice

L’adventice est la tunique la plus externe de la paroi vasculaire (figure 1.2). Il est constitué de fibres d’élastine et de collagène qui forment des unités lamellaires concentriques par rapport à l’axe luminal des vaisseaux (Wolinsky & Glagov, 1967a;b; 1969). L’épaisseur de l’adventice varie en fonction du type vasculaire et en fonction de l’espèce (Wolinsky & Glagov, 1967a;b; 1969; Heistad & Marcus, 1979). Elle est plus importante dans les artères élastiques et dans les veines offrant à ces deux types de vaisseaux plus d’élasticité et de résistivité pour pouvoir respectivement amortir les pressions sanguines élevées et stocker les quantités importantes de sang (Wolinsky & Glagov, 1967a;b; 1969; Heistad & Marcus, 1979; Escourrou, 1991). Les vaisseaux sanguins possédant une épaisseur importante de l’adventice sont eux-mêmes irrigués par un réseau de vaisseaux nourriciers appelés vasa vasorum (Wolinsky & Glagov, 1967b; 1969; Heistad & Marcus, 1979; Heistad & coll., 1986). L’adventice permet aux vaisseaux sanguins d’adhérer aux tissus environnants par le bias du tissu conjonctif. Il protège aussi les vaisseaux sanguins contre les agressions externes. Il joue donc un double rôle de soutien et de protection.

Bakehe_BookFigures02%20copy.jpg

Figure 1.2: faible grossissement en microscopie électronique d’une coupe transversale artériolaire au niveau du ventricule cardiaque chez le chat. Le micrographe a été tiré du livre intitulé cardiovascular physiology, 1992; 6ème édition, Mosby-year Book, page 172, figure 8-1A avec l’autorisation de R. M. Berne et M. N. Levy. Une fine couche en regard de la lumière artériolaire constitue l’endothélium (E). EN : noyau d’une cellule endothéliale. On peut observer que l’épaisseur de la paroi du vaisseau sanguin est largement constituée par la média avec la présence du muscle lisse vasculaire. La couche adventitielle reste diffuse avec la présence du tissu conjonctif (CT) et des nerfs (N).

1.3.2. Types de vaisseaux sanguins et leurs caractéristiques

1.3.2.1. Artères et artérioles

Il existe deux types d’artères : les artères élastiques et les artères musculaires. Les artères élastiques sont de gros vaisseaux situés proches du cœur avec des diamètres intérieurs pouvant atteindre 1 mm environ (Wolinsky & Glagov, 1967a;b; 1969; Hislop & Reid, 1978). Elles possèdent une importante couche adventitielle leur permettant d’amortir de fortes pressions sanguines (Wolinsky & Glagov, 1967a;b; 1969; Hislop & Reid, 1978; Escourrou, 1991). Les artères musculaires sont, au contraire, les vaisseaux de tailles moyennes avec des diamètres intérieurs de 50 à 70 μm (Wolinsky & Glagov, 1967a;b; 1969; Anderson & Anderson, 1975; Hislop & Reid, 1978; Higuchi & coll., 2000). Elles sont situées dans le prolongement des artères élastiques. Elles sont, surtout, caractérisées par une importante couche du muscle lisse vasculaire dont la contraction favorise la distribution du sang vers les artérioles (Wolinsky & Glagov, 1967a;b; 1969; Anderson & Anderson, 1975; Hislop & Reid, 1978; Higuchi & coll., 2000).

Les artérioles sont de petits vaisseaux sanguins musculaires qui sont subdivisés en artérioles primaires avec les diamètres intérieurs de 20 à 50 μm et en artérioles pré-capillaires avec des diamètres intérieurs de 6 à 15 μm (Movat & Fernando, 1963; Anderson & Anderson, 1975; Higuchi & coll., 2000). Elles jouent un rôle très important dans la régulation du débit sanguin dans le lit capillaire. Leur vasoconstriction diminue le débit sanguin dans les capillaires desservis tandis que leur vasodilatation augmente le débit sanguins dans les capillaires locaux (Marshall & Tandon, 1984; Hester & Hammer, 2002).

1.3.2.2. Veinules et veines

Les veinules sont divisées en veinules post-capillaires avec des diamètres intérieurs de 8 et 10 µm et en veinules collectrices avec des diamètres intérieurs de 30 à 40 μm (Movat & Fernando, 1964; Anderson & Anderson, 1975; Higuchi & coll., 2000). Les veinules post-capillaires sont uniquement formées de l’endothélium qui repose sur une lame basale tandis que les veinules collectrices possèdent une média (Movat & Fernando, 1964; Anderson & Anderson, 1975; Higuchi & coll., 2000). Ces deux types de veinules sont entourées de péricytes ou cellules périvasculaires enveloppées par la lame basale (Movat & Fernando, 1964; Anderson & Anderson, 1975; Higuchi & coll., 2000). Les veinules sont très poreuses capables de laisser passer le plasma et même les leucocytes par diapédèse (Movat & Fernando, 1964; Anderson & Anderson, 1975; Higuchi & coll., 2000).

Les veines ont généralement des diamètres intérieurs beaucoup plus importants (50 à 150 μm) que ceux observés dans les veinules ou même dans les artères musculaires (Anderson & Anderson, 1975; Higuchi & coll., 2000). Mais, leur média est moins épaisse par rapport à celle qu’on observe dans les artères musculaires conférant plutôt aux veines une capacité structurale à pouvoir stocker le sang (Anderson & Anderson, 1975; Escourrou, 1991; Higuchi & coll., 2000). La présence des bandes de muscle lisse ou sphincters innervés par les fibres nerveuses efférentes a été rapportée au niveau des sites de convergence de plusieurs branches veineuses (Anderson & Anderson, 1975; Higuchi & coll., 2000). Le rôle de ces sphincters est de réguler le débit sanguin dans les différentes branches veineuses (Anderson & Anderson, 1975; Higuchi & coll., 2000). Les veines possèdent aussi des structures valvulaires qui jouent un rôle important dans le retour veineux (Anderson & Anderson, 1975; Renaudin & coll., 1999; Higuchi & coll., 2000).

1.3.2.3. Capillaires sanguins et échanges transcapillaires

Les capillaires sanguins sont des micro-vaisseaux qui relient les artérioles précapillaires aux veinules post-capillaires avec des diamètres intérieurs de 0.8 à 10 μm (Fernando & Movat, 1964b; Anderson & Anderson, 1975; Higuchi & coll., 2000). Les vrais capillaires sont très petits puisqu’ils ne laissent passer qu’un seul globule rouge à la fois (Fernando & Movat, 1964b; Anderson & Anderson, 1975; Higuchi & coll., 2000). Les capillaires sont uniquement formés d’endothélium qui repose sur une lame basale (Fernando & Movat, 1964; Florey, 1968; Anderson & Anderson, 1975; Higuchi & coll., 2000). Dans les capillaires post-artériels et pré-veineux, trois à quatre cellules endothéliales sont suffisantes pour former la lumière capillaire tandis que dans les capillaires vrais, une seule cellule endothéliale est capable de s’enrouler sur elle-même pour former la lumière du micro-vaisseau (Fernando & Movat, 1964b; Florey, 1968; Anderson & Anderson, 1975; Higuchi & coll., 2000). Les capillaires sont généralement entourés de péricytes enveloppés par la lame basale (Fernando & Movat, 1964b; Florey, 1968; Anderson & Anderson, 1975; Higuchi & coll., 2000). Les analyses ultra-structurales de ces micro-vaisseaux ont permis de définir quatre types de capillaires : les capillaires continus avec fentes; les capillaires continus sans fentes; les capillaires fenêtrés discontinus; et les capillaires fenêtrés continus (Karnovsky, 1967; Florey, 1968; Anderson & Anderson, 1975; Weihe & Kalmback, 1978; Shimada & coll., 1988). Les capillaires continus avec fentes sont formés d’une seule couche de cellules endothéliales présentant parfois les fentes intercellulaires tandis que les capillaires continus sans fentes sont formés d’une couche de cellules endothéliales ne présentant aucune fente intercellulaire (Karnovsky, 1967; Leak, 1971a;b; Yamamoto & coll., 1976; Weihe & Kalmback, 1978; Lange & Halata, 1979; Shimada & coll., 1988; Jones & Fox, 1991). Les capillaires avec fentes sont présents dans les muscles cardiaque et squelettique, dans la peau, dans les poumons, et dans les nœuds lymphatiques tandis que les capillaires sans fentes forment les barrières hémato-encéphalique et fœto-maternelle respectivement dans le cerveau et dans le placenta (Karnovsky, 1967; Leak, 1971a;b; Anderson & Anderson, 1975; Weihe & Kalmback, 1978; Lange & Halata, 1979; Shimada & coll., 1988; Jones & Fox, 1991). Les capillaires fenêtrés discontinus, encore appelés sinusoïdes, sont constitués d’une couche de cellules endothéliales présentant parfois des fenestrations (Burkel, 1970; Gemmell & Heath, 1972; Blue & Weiss, 1981a;b;c; Kashimura & Fujita, 1987). On les trouve dans le foie, dans la rate, et dans les nœuds lymphatiques (Burkel, 1970; Gemmell & Heath, 1972; Anderson & Anderson, 1975; Blue & Weiss, 1981a;b;c; Kashimura & Fujita, 1987). Les capillaires fenêtrés continus sont constitués d’une couche de cellules endothéliales présentant souvent des fenestrations (Farquhar, 1961; Karnovsky, 1967; Florey, 1968; Maul, 1971; Matsushima & Reiter, 1975; Weihe & Kalmback, 1978; Milici & Bankston, 1981; Shimada & coll., 1988). De tels capillaires ont été rapportés dans le système de conduction du cœur, dans l’intestin grêle, dans les glandes endocrines, et dans les reins (Farquhar, 1961; Weihe & Kalmback, 1978; Shimada & coll., 1988).

Les structures des capillaires font d’eux les lieux d’échanges, par excellence, de diverses substances entre le sang et les organes. Les échanges transcapillaires sont globalement assurés par quatre types de transport : 1/ le transport passif consiste à une diffusion simple et à la filtration des molécules à travers les fentes intercellulaire (Karnovsky, 1967; Casley-Smith, 1976); 2/ le transport actif consiste à une translocation des molécules à travers la membrane des cellules endothéliales (Karnovsky, 1967; Casley-Smith, 1976); 3/ le transport vésiculaire ou plus précisément la transcytose consiste à une internalisation des substances à partir des vésicules formés au niveau de la membrane luminale des cellules endothéliales et de leur transport vers la membrane abluminale (Karnovsky, 1967; Casley-Smith, 1976); et 4/ le transport en vrac consiste à des échanges à hauts débits à travers les fenestrations (Karnovsky, 1967; Schwartz & Benditt, 1972; Casley-Smith, 1976; Lange & Halata, 1979; Bradhury, 1984; Jones & Fox, 1991). Les trois derniers types de transport nécessitent de l’énergie (Schwartz & Benditt, 1972; Casley-Smith, 1976). De plus, les échanges liquidiens au niveau des capillaires sont principalement régis par deux forces : la pression hydrostatique (PH) et la pression osmotique oncotique (PO). La première, PH, est la pression exercée par l’eau contre la paroi capillaire tandis que la seconde, PO, est l’attraction qu’exercent les protéines vis-à-vis des molécules d’eau (Falchuk & coll., 1971; Casley-Smith, 1976; Tremper, 1977). En effet, le mouvement transcapillaires net de l’eau est donné par les pressions hydrostatiques interne (PHi) et externe (PHe) de la paroi capillaire tandis que le mouvement transcapillaire net des protéines est donné par les pressions osmotiques oncotiques interne (POi) et externe (POe) de la paroi capillaire (Falchuk & coll., 1971; Casley-Smith, 1976). Trois situations peuvent être observées : la première situation, il y a plus de protéines dans le plasma sanguin que dans le milieu interstitiel et plus d’eau dans le milieu interstitiel que dans le plasma sanguin (POi>POe et PHe>PHi), alors les protéines ont tendance à diffuser de l’intérieur vers l’extérieur des capillaires tandis que l’eau va circuler dans le sens contraire (Falchuk & coll., 1971; Casley-Smith, 1976); la deuxième situation, il y a moins de protéines dans le plasma sanguin que dans le milieu interstitiel et plus d’eau dans le plasma que dans le liquide interstitiel (POi

1.3.2.4. Vaisseaux lymphatiques

Le réseau vasculaire lymphatique est formé par les capillaires lymphatiques, les vaisseaux lymphatiques collecteurs, et les conduits thoraciques droit et gauche qui se jettent dans la circulation systémique respectivement au niveau des veines sous-clavières droite et gauche (Casley-Smith & Florey, 1961; Leak & Burke, 1966; Casley-Smith, 1976; Zorzetto & coll., 1977; Marchetti & coll., 1985). Les différents types de vaisseaux lymphatiques ont des structures comparables à celles observées dans les vaisseaux sanguins (Casley-Smith & Florey, 1961; Leak & Burke, 1966; Casley-Smith, 1976; Marchetti & coll., 1985). On peut noter, cependant, quelques différences. Par exemple, la structure des capillaires lymphatiques ne montrent pas une vraie membrane basale, ni des fenestrations mais plutôt plusieurs types de jonctions intercellulaires et un espace luminal assez grand (Casley-Smith & Florey, 1961; Leak & Burke, 1966; Casley-Smith, 1976; Marchetti & coll., 1985). De plus, les vaisseaux lymphatiques ont des parois beaucoup plus minces que celles des veines (Casley-Smith, 1976; Zorzetto & coll., 1977; Marchetti & coll., 1985). Mais, ils possèdent tout de même les structures valvulaires rencontrées également dans les veines (Casley-Smith, 1976; Zorzetto & coll., 1977; Marchetti & coll., 1985). Les vaisseaux lymphatiques jouent un rôle très important dans l’équilibre des échanges liquidiens en collectant et drainant la lymphe jusqu’à la circulation systémique (Casley-Smith, 1976; Reddy, 1986). En effet, le plasma prend le nom de liquide interstitiel juste à sa sortie des capillaires sanguins (Casley-Smith, 1976; Reddy, 1986). Ce liquide interstitiel peut alors être absorbé soit au niveau des veinules pour reprendre le nom de plasma soit au niveau des capillaires lymphatiques pour prendre le nom de lymphe (Casley-Smith, 1976; Reddy, 1986). Le mouvement de la lymphe vers la circulation systémique est assuré par la contraction et la relaxation des muscles dans différents organes ainsi que par la contraction du muscle lisse des vaisseaux lymphatiques (Casley-Smith, 1976; Reddy, 1986).

1.4. Contrôle Du Système Cardiovasculaire Par Les SYSTÈMES Nerveux Central Et Périphérique

1.4.1. Système nerveux central (SNC)

1.4.1.1. Centres de régulation cardiaque

Les centres nerveux de régulation cardiaque sont situés au niveau du bulbe rachidien connu également sous le nom de myélencéphale ou de medulla oblongata (Bard, 1960; Spyer, 1982; 1994; Taylor & coll., 1999). Le centre cardioinhibiteur est majoritairement situé au niveau des noyaux ambigus dans la partie caudale du bulbe rachidien tandis que le centre cardiostimulateur se trouve, en grande partie, au niveau du noyau intermediolateralis (IML) de la partie rostrale du bulbe rachidien (Bard, 1960; Spyer, 1982; 1994; Taylor & coll., 1999). Les informations provenant des centres cardio-inhibiteur et cardiostimulateur sont relayées par les fibres préganglionnaires avant d’être respectivement transmises au Xème pair de nerf crânien ou nerf vague et aux nerfs sympathiques cardiaques (Spyer, 1982; Murugaian & coll., 1990; Taylor & coll., 1999).

1.4.1.2. Centres de régulation vasculaire

Les centres nerveux de régulation vasculaire ou centres vasomoteurs sont également situés au niveau du bulbe rachidien (Bard, 1960; Schmitt & Schmitt, 1964; Loewy & Mckellar, 1980; Ross & coll., 1985). Les centres vasoinhibiteur et vasostimulateur sont respectivement situés du côté ventrolatéral des parties antérieure et postérieure du bulbe rachidien (Bard, 1960; Schmitt & Schmitt, 1964; Loewy & Mckellar, 1980; Ross & coll., 1985). Les informations provenant principalement des noyaux intermediolateralis thoracolumbalis pars principalis (ILp) et interthoracolumbilis pars funicularis (ILf) sont relayées par des groupes de neurones préganglionnaires avant d’être transmises aux différents nerfs parasympathiques et sympathiques vasculaires (Loewy & Mckellar, 1980; Spyer, 1982; 1994; Pyner & Coote, 1995; Taylor & coll., 1999).

1.4.1.3. Influences des autres centres nerveux

Les centres cardiovasculaires bulbo-pontiques sont directement influencés par l’activité des noyaux du tractus solitaire (NTS), de l’hypothalamus, des lobes limbiques du cortex cérébral, et des chémorécepteurs centraux (figure 1.3). En effet, l’activation des barorécepteurs aortiques et carotidiens situés respectivement au niveau des terminaisons nerveuses du nerf de Cyon/Ludwig, un rameau du nerf vague, et du nerf de Hering ou nerf du sinus carotidien, une bifurcation de la carotide primitive, va permettre d’acheminer les informations jusqu’au niveau du NTS (Böck & Gorgas, 1976; Krauhs, 1979; Yates & Chen, 1980; Faris & coll., 1980; Blombery & Korner, 1982; Shin & coll., 1987; Hansen, 1987). De même, l’activation des chémorécepteurs périphériques (CPs) situés au niveau des cellules de type I des corpuscules carotidiens et au niveau l’épithélium alvéolaire permet également d’acheminer les informations jusqu’au niveau du NTS (Ross, 1959; Lawson, 1980; Majumdar & coll., 1983; Chen & coll., 1986; 1994; Kusakabe & coll., 1994; Massari & coll., 1996a;b; Taylor & coll., 1999). Toutes ces informations sont, ensuite, intégrées et analysées au niveau du NTS qui envoie des signaux de régulations positives ou négatives vers les centres cardiovasculaires bulbo-pontiques (Feldman & Ellenberger, 1988; Spyer, 1982; 1994; Gatti & coll., 1995a;b; Taylor & coll., 1999). Les centres hypothalamiques de thermorégulation et de préparation volontaire ou anticipé à l’exercice, le centre limbique des émotions, et les chémorécepteurs centraux (CCx) situés aussi au niveau du bulbe rachidien contribuent directement dans la régulation des centres cardiovasculaires bulbo-pontiques (Bard, 1960; Elghozi & coll., 1978; Morin-Surun & coll., 1995; Taylor & coll., 1999; Dampney & coll., 2008; Okada & coll., 2009).

1.4.2. Système nerveux périphérique (SNP)

1.4.2.1. Innervation parasympathique

Otto Loewi (1921a;b) fut le premier à montrer de façon très élégante que le perfusât recueilli lors de la stimulation électrique du nerf vague ou nerf pneumogastrique d’un cœur isolé de la grenouille pouvait conduire au ralentissement du rythme cardiaque d’un second cœur isolé à travers la libération d’un neurotransmetteur dans le perfusât. Plus tard, le neurotransmetteur en question dans le perfusât fut identifié comme étant l’acétylcholine. Aujourd’hui encore, la variante de cette expérimentation de Loewi continue à être enseignée aux étudiant(e)s des sciences de la vie à travers la planète qui en dégageant et en stimulant électriquement le nerf vague chez la grenouille inconsciente peuvent observer un ralentissement du rythme cardiaque. Les branches gauche et droite du nerf vague pénètrent par la base du cœur ou hile pour former, ensuite, des plexus épicardiaques d’où partent des fibres cholinergiques pour innerver les nœuds sinusal et auriculo-ventriculaire et même le myocarde (Hudson, 1960; Hirsch, 1963). De plus, des analyses histologiques faites sur les tissus nodaux et myocardiques ont montré la présence des fibres cholinergiques (Hudson, 1960; Barr & coll., 1965; Dastur & coll., 1989). L’innervation parasympathique des glandes surrénales contribue aussi dans la régulation de la fonction homéostasique du système cardiovasculaire à travers la stimulation des cellules chromaffines par l’acétylcholine (Burnstock, 1975). Cette stimulation parasympathique des cellules chromaffines déclenche la libération d’importantes quantités de catécholamines (noradrénaline et adrénaline) dans le liquide interstitiel qui vont tout d’abord gagner la circulation lymphatique avant de rejoindre la circulation sanguine générale. Certains lits vasculaires sont même directement innervés par les fibres parasympathiques comme les vaisseaux coronaires, les artères mésentériques, et les vaisseaux cérébraux (Hudson, 1960; Barr & coll., 1965; Burnstock, 1975; Lee, 1982; Miao & Lee, 1991; Suzuki & Hardebo, 1991; Higuchi & coll., 2000).

1.4.2.2. Innervation sympathique

Les nerfs sympathiques cardiaques gauche et droite pénètrent aussi par la base du cœur ou hile pour former des plexus épicardiques d’où partent les fibres sympathiques pour innerver les nœuds sinusal et auriculo-ventriculaire, le myocarde, et les vaisseaux coronaires (Hudson, 1960; Hirsch, 1963). De plus, les analyses histologiques faites sur les tissus nodaux et myocardiques ont confirmé la présence des terminaisons nerveuses des fibres sympathiques (James & coll., 1966; James and Sherf, 1968a;b; Dastur & coll., 1989). L’innervation sympathique est la composante la plus importante du SNP dans le contrôle de la motricité vasculaire. On la trouve surtout au niveau des artères musculaires, des artérioles, des sphincters précapillaires, et des veines, et très peu au niveau des artères élastiques, et totalement absente au niveau des capillaires (Simpson & Devine, 1966; Devine & Simpson, 1967; Burnstock, 1975; Krizmanich & Lee, 1987; Luff & McLachlan, 1989; Klemm & coll., 1993). Les nerfs sympathiques pénètrent l’adventice et plusieurs terminaisons de leurs fibres vont alors former les boutons synaptiques avec les cellules du muscle lisse vasculaire au niveau de la média créant ainsi une innervation dite en grappe (Luff & McLachlan, 1989; Klemm & coll., 1993).

1.4.2.3. Système non adrénergique non cholinergique (NANC)

Certains neuromédiateurs autres que la noradrénaline et l’acétylcholine sont aussi synthétisés et libérées à partir des fibres motrices et sensitives innervant le système cardiovasculaire. Ils appartiennent au système NANC dont les principaux neuromédiateurs sont : la substance P (SP); les neurokinines (NK); le peptide relié au gène de la calcitonine (CGRP); le peptide intestinal vasoactif (VIP); et le neuropeptide Y (NPY). La présence de SP, de CGRP, et de NPY a été rapportée dans les fibres sensitives des valves auriculo-ventriculaire chez l’homme et dans les afférences qui partent de l’artère mésentérique chez le porc et chez le rat (Furness & coll., 1984; Wharton & coll., 1986; Williams & coll., 1990; Miao & Lee, 1991; Kawano & coll., 1993; Ahmed & coll., 1997; Luff & coll., 2000). Les terminaisons nerveuses des fibres motrices possédant l’acétylcholine et du VIP on été trouvées dans les artères cérébrales chez le chat et chez le rat tandis que la présence du VIP, de NPY, et de la noradrénaline a été rapportée dans certains neurones postganglionnaires du système sympathique (Furness & coll., 1984; Taylor & coll., 1999).

Bakehe_BookFigures03%20copy.jpg

Figure 1.3: représentation schématique de l’influence des systèmes nerveux périphérique et central dans la régulation du système cardiovasculaire. La pression artérielle (PA) est le stimulus des barorécepteurs aortiques. La pression partielle en oxygène (PaO2) est un stimulus chimique des chémorécepteurs carotidiens. La pression partielle en dioxyde de carbone (PaCO2) et, surtout, le potentiel hydrogène (pH) sont les stimuli chimiques des chémorécepteurs centraux. + : régulations positives. ± Régulations positives ou négatives.

1.5. Résumé & Conclusion

La structure anatomique de la paroi du cœur montre qu’elle est formée de trois principales tuniques disposées de l’intérieur vers l’extérieur comme suit : l’endocarde; le myocarde; et le péricarde. L’endocarde ou endothélium cardiaque est constitué d’une seule couche de cellules endocardiques qui tapissent les cavités cardiaques. Il joue le rôle de barrière sang-organe. Il est aussi le siège de synthèse de nombreux médiateurs et hormones cardioactifs. Le myocarde est constitué des paquets de fibres myocardiques qui s’entremêlent dans plusieurs directions en ceinturant les cavités cardiaques. Il assure surtout la contraction et la relaxation du cœur. Le péricarde est constitué des péricardes séreux et fibreux. Le premier est formé d’une lame viscérale (épicarde) et d’une lame pariétale et les deux lames délimitent un espace virtuel appelé espace ou cavité péricardique. La cavité péricardique est remplie d’un liquide appelé liquide péricardique qui joue le rôle de lubrifiant en facilitant les mouvements du cœur. Le second est formé des fibres de collagène et d’élastines qui enveloppent le cœur et le maintien sur place en le fixant sur certains sites intra-thoraciques. Le cœur possède 2 oreillettes (gauche et droite) et 2 ventricules (gauche et droite). Les cavités de l’oreillette droite et du ventricule droit forment l’hémi-coeur droit qui reçoit à partir des organes le sang riche en CO2 pour, ensuite, le chasser vers la circulation pulmonaire ou petite circulation pour les échanges gazeux. Au contraire, les cavités de l’oreillette gauche et du ventricule gauche forment l’hémi-coeur gauche qui reçoit à partir des poumons le sang riche en O2 pour le chasser, ensuite, vers la circulation systémique ou la grande circulation. La communication entre les cavités auriculaires et ventriculaires est assurée par les valves intracardiaques. Le cœur est doté d’un système de conduction ou système cardionecteur qui assure son autorythmicité.

La structure de la paroi des vaisseaux sanguins est comparable à celle de la paroi du cœur avec là aussi la présence de trois tuniques disposées de l’intérieur vers l’extérieur comme suit : l’intima; la media; et l’adventice. L’intima ou endothélium vasculaire est formée par une seule couche de cellules endothéliales qui tapissent la face luminale des vaisseaux sanguins. Il joue aussi le rôle de barrière sang - organe. Il est aussi le siège de synthèse de nombreux médiateurs et hormones vasoactifs. La média est essentiellement formée par le muscle lisse vasculaire responsable des phénomènes de vasoconstriction et de vasorélaxation. La couche adventitielle est formée par des fibres d’élastine et de collagène. Elle joue le rôle de soutien et de protection. Cette organisation générale de la structure des vaisseaux sanguins est absente dans les capillaires sanguins. Ces derniers n’ont pas de média. De plus, ils montrent différents types de structures permettant de les classer en capillaires continus avec ou sans fentes et en capillaires fenêtrés continus ou discontinus. Les différents types de vaisseaux sanguins ont des fonctions différentes. Les artères et les artérioles acheminent le sang vers les organes tandis que les veinules et les veines assurent le retour veineux. Les structures des capillaires sanguins leur confèrent comme étant des lieux d’échanges par excellence des substances entre le sang et les organes.

L’ensemble du système cardiovasculaire demeure sous le contrôle du SNC et du SNP. De plus, les centres cardiovasculaires bulbo-pontiques sont directement influencés par l’activité de NTS, des centres hypothalamiques de thermorégulation et de stress, du centre limbique des émotions, et de CCx. Le nerf vague et ses ramifications et les nerfs sympathiques cardiaques et vasculaires assurent l’innervation du cœur et de la plupart des vaisseaux sanguins.

Certaines structures anatomiques du système cardiovasculaire que nous venons de voir comme les valves cardiaques et les vaisseaux sanguins vont subir une érosion avec le temps. Mais, ces changements aboutissent le plus souvent à de nouvelles adaptations fonctionnelles du système cardiovasculaire.

1.6. Références Bibliographiques

Ahmed A, Johansson O, and Folan-Curran J (1997). J Anat.; 191 ( Pt 4):547-60.

Allen DJ, DiDio LJ, Zacharias A, Fentie I, McGrath AJ, Puig LB, Pomerantzeff PN, and Zerbini EJ (1984). J Thorac Cardiovasc Surg.; 87(6):845-55.

Anderson AO, and Anderson ND (1975). Am J Pathol.; 80(3):387-418.

Anderson RH, Devine WA, Ho SY, Smith A, and McKay R (1991). Ann Thorac Surg.; 52(3):640-6.

Anderson RH, Lal M, and Ho SY (1996). J Heart Valve Dis.; 5 (Suppl 3) :S249-57.

Andrews PM, and Porter KR (1973). Anat Rec.; 177(3):409-26.

Andries LJ, and Brutsaert DL (1994). Cell Tissue Res.; 277(3):391-400.

Armiger LC, Thomson RW, Strickett MG, and Barratt-Boyes BG (1985). Thorax; 40(10):778-86.

Bachmann G (1912). J Exp Med.; 16(1):25-53.

Bard P (1960). Physiol Rev Suppl.; 4:3-26.

Barr L, Dewey MM, and Berger W (1965). J Gen Physiol.; 48:797-823.

Bezerra AJ, DiDio LJ, and Prates JC (1992). Cardioscience; 3(4):241-4.

Bindley P (1878). Br Med J.; 1(889):52-4.

Bleeker WK, Mackaay AJ, Masson-Pévet M, Bouman LN, and Becker AE (1980) Circ Res.; 46(1):11-22.

Blombery PA, and Korner PI (1982). J Auton Nerv Syst.; 5(3):303-15.

Blue J, and Weiss L (1981a). Am J Anat.; 161(2):115-34.

Blue J, and Weiss L (1981b). Am J Anat.; 161(2):135-68.

Blue J, and Weiss L (1981c). Am J Anat.;161(2):189-218.

Böck P, and Gorgas K (1976). Cell Tissue Res.; 170(1):95-112.

Bradbury MW (1984). Fed Proc.; 43(2):186-90.

Braga-Vilela AS, Pimentel ER, Marangoni S, Toyama MH, and de Campos Vidal B (2008). J Membr Biol.; 221(1):15-25.

Brutsaert DL, and Andries LJ (1992). Am J Physiol.; 263(4 Pt 2):H985-1002.

Brutsaert DL, De Keulenaer GW, Fransen P, Mohan P, Kaluza GL, Andries LJ, Rouleau JL, and Sys SU

Burkel WE (1970). Anat Rec.; 167(3):329-49.

Burnstock G (1975). Clin Exp Pharmacol Physiol.; Suppl 2:7-20.

Casley-Smith JR (1976). Experentia; 2(1) : 1-13.

Casley-Smith JR, and Florey HW (1961). Q J Exp Physiol Cogn Med Sci.; 46:101-6.

Chen II, Yates RD, and Hansen JT (1986). Histol Histopathol.; (3):203-12.

Chen IL, Weber JT, and Yates RD (1994). J Neurocytol.; 23(5):313-22.

Chen JN, Haffter P, Odenthal J, Vogelsang E, Brand M, van Eeden FJ,Furutani-Seiki M, Granato M, Hammerschmidt M, Heisenberg CP, Jiang YJ, Kane DA,Kelsh RN, Mullins MC, and Nüsslein-Volhard C (1996). Development; 123:293-302.

Cheymol J (1972). Therapie; 27(1):57-65.

Coceani F, and Olley PM (1988). Can J Physiol Pharmacol.; 66(8):1129-34.

Crick SJ, Sheppard MN, Ho SY, Gebstein L, and Anderson RH (1998). J Anat.; 193 ( Pt

Dastur DK, Vevaina SC, and Manghani DK (1989). Ultrastruct Pathol.; 13(4):413-31.

Devine CE, and Simpson FO (1967). Am J Anat.; 121(1):153-73.

Drake CJ, Hungerford JE, and Little CD (1998). Ann N Y Acad Sci.; 857:155-79.

Dzialowski EM, Sirsat T, van der Sterren S, and Villamor E (2011). Respir Physiol Neurobiol.; 178(1):66-74.

Elghozi JL, Miach P, and Meyer P (1978). Nouv Presse Med.; 7(8):647-50, 655.

Escourrou P (1991). Arch Mal Coeur Vaiss.; 84 (1):53-7.

Falchuk KH, Brenner BM, Tadokoro M, and Berliner RW (1971). Am J Physiol.; 220(5):1427-33.

Faris IB, Iannos J, Jamieson GG, and Ludbrook J (1980). Clin Exp Pharmacol Physiol.; 7(3):281-91.

Farquhar MG (1961). Angiology; 12:270-292.

Feldman JL, and Ellenberger HH (1988). Annu Rev Physiol.; 50:593-606.

Fernando NV, and Movat HZ (1964a). Exp Mol Pathol.; 33:1-9.

Fernando NV, and Movat HZ (1964b). Exp Mol Pathol.; 34:87-97.

Fernando NV, Vanerkel GA, and Movat HZ (1964). Exp Mol Pathol.; 90:529-45.

Fleg JL (1986). Am J Cardiol.; 57(5):33C-44C.

Florey (1968). Q J Exp Physiol Cogn Med Sci.; 53(1):1-5.

Furness JB, Costa M, Papka RE, Della NG, and Murphy R (1984). Clin Exp Hypertens A.; 6(1-2):91-106.

Gatti PJ, Homby PJ, Mandal AK, Norman WP, DaSilva AM, and Gillis RA (1995a). Brain Res.; 693(1-2):80-7.

Gatti PJ, Shirahata M, Johnson TA, and Massari VJ (1995b). Brain Res.; 693(1-2):133-47.

Gemmell RT, and Heath T (1972). Anat Rec.; 172(1):57-70.

Greenbaum RA, Ho SY, Gibson DG, Becker AE, and Anderson RH (1981). Br Heart J.; 45:248-63.

Hansen JT (1987). Anat Rec.; 218(4):426-33.

Haycraft JB (1890). J Physiol.; 11(6):486-95.

Heistad DD, and Marcus ML (1979). Blood Vessels. 1979;16(5):225-38.

Heistad DD, Armstrong ML, and Amundsen S (1986). Am J Physiol.; 250(3 Pt 2):H434-42.

Hester RL, and Hammer LW (2002). Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol.; 282(5):R1280-5.

Heymann MA, and Rudolph AM (1975). Physiol Rev.; 55(1):62-78.

Higuchi K, Hashizume H, Aizawa Y, and Ushiki T (2000). Arch Histol Cytol.;63(2):115-26.

Hiraoka M, and Sano T (1976). Am J Physiol.; 231(2):319-25.

Hirsch EF (1963). Exp Mol Pathol.; 40:384-401.

Hislop A, and Reid L (1978). J Anat.; 125(Pt 1):71-83.

Hudson RE (1960). Br Heart J.; 22:153-67.

Hungerford JE, and Little CD (1999). J Vasc Res.; 36(1):2-27.

Hungerford JE, Owens GK, Argraves WS, and Little CD (1996). Dev Biol.; 178(2):375-92.

Icardo JM, and Colvee E (1995a). Anat Rec.; 241(3):391-400.

Icardo JM, and Colvee E (1995b). Anat Rec.; 243(3):367-75.

Ishihara T, Ferrans VJ, Jones M, Boyce SW, Kawanami O, and Roberts WC (1980). Am J Cardiol.; 46(5):744-53.

James TN, and Sherf L (1968a). Am J Cardiol,; 22(3):389-416.

James TN, and Sherf L (1968b). Circulation; 37(6):1049-70.

James TN, Sherf L, Fine G, and Morales AR (1966). Circulation.;34(1):139-63.

Johnson CP, Baugh R, Wilson CA, and Burns J (2001). J Clin Pathol.; 54(2):139-45.

Jones CJ, and Fox H (1991). Electron Microsc Rev. ;4(1):129-78.

Karnovsky MJ (1967). J Cell Biol.; 35(1):213-36.

Kashimura M, and Fujita T (1987). Scanning Microsc.; 1(2):841-51.

Kawano H, Kawai S, Shirai T, and Okada R (1993). Jpn Circ J.; 57(8):753-9.

Keith A, and Flack M (1907). J Anat Physiol.; 41(Pt 3):172-89.

Kim S, and Baba N (1971). Am J Anat.; 132(3):339-53.

Klemm MF, Van Helden DF, and Luff SE (1993). J Comp Neurol.; 334(1):159-67.

Kluge T, and Hovig T (1967a). Acta Pathol Microbiol Scand.; 71(4):547-63.

Kluge T, and Hovig T (1967b). Acta Pathol Microbiol Scand.; 71(4):529-46.

Krauhs JM (1979). J Neurocytol.; 8(4):401-14.

Krizmanich WJ, and Lee RM (1987). Scanning Microsc.; 1(4):1749-58.

Kusakabe T, Kawakami T, Tanabe Y, Fujii S, and Takenaka T (1994). Arch Histol Cytol.; 57(2):193-9.

Kvasnicka J, and Vokrouhlický L (1991). Physiol Res.; 40(1):31-7.

Lange W, and Halata Z (1979). Anat Embryol (Berl).; 158(1):51-62.

Lawson W (1980). Laryngoscope; 90(1):120-44.

Lazzara R, El-Sherif N, and Scherlag BJ (1975). Circ Res.; 36(3):444-54.

Leak LV (1971a). J Cell Biol.; 50(2):300-23.

Leak LV (1971b). J Ultrastruct Res.; 35(1):127-46.

Leak LV, and Burke JF (1966). Am J Anat.; 118(3):785-809.

Leatham A (1964). Acta Cardiol.; 19:395-416.

Lee TJ (1982). Circ Res.; 50(6):870-9.

Lim KO (1980). Jpn J Physiol.; 30(3):455-64.

Lim KO, and Boughner DR (1976a). Cardiovasc Res.; 10(4):459-65.

Lim KO, and Boughner DR (1976b). Circ Res.; 39(2):209-14.

Lim KO, and Boughner DR (1976c). Circ Res.; 39(4):580-5.

Liu ZY, and Casley-Smith JR (1989). Lymphology; 22(1):25-30.

Loewi O (1921a). Pflugers Arch. Ges. Physiol.; 189:239-242

Loewi O (1921b). Pflugers Arch. Ges. Physiol.; 193:202-213

Loewy AD, and McKellar S (1980). Fed Proc.; 39(8):2495-503.

Luff SE, and McLachlan EM (1989). Blood Vessels.; 26(2):95-106.

Luff SE, Young SB, and McLachlan EM (2000). J Comp Neurol.; 416(3):277-90.

Luisada AA (1971). Am J Cardiol.; 28(2):150-61.

Majumdar S, Mills E, and Smith PG (1983). Neuroscience; 10(3):841-9.

Marchetti C, Poggi P, Calligaro A, and Casasco A (1985). Lymphology; 18(2):90-5.

Marshall JM, and Tandon HC (1984). J Physiol.; 350:447-59.

Massari VJ, Johnson TA, Gillis RA, and Gatti PJ (1996a). Brain Res.; 715(1-2):197-207.

Massari VJ, Shirahata M, Johnson TA, and Gatti PJ (1996b). J Neurocytol.; 25(3):197-208.

Masson-Pévet MA, Bleeker WK, Besselsen E, Treytel BW, Jongsma HJ, and Bouman LN (1984). J Mol Cell Cardiol.; 16(1):53-63.

Masuda MO, and Paes de Carvalho A (1975). Circ Res.; 37(4):414-21.

Matsushima S, and Reiter RJ (1975). Am J Anat.; 143(3):265-81.

Maul GG (1971). J Ultrastruct Res.; 36(5):768-82.

Meijler FL, and Janse MJ (1988). Physiol Rev.; 68(2):608-47.

Melax H, and Leeson TS (1967). Cardiovasc Res.; 1(4):349-55.

Miao FJ, and Lee TJ (1991). J Cardiovasc Pharmacol.; 18(3):369-78.

Michailova KN (1996). Ann Anat.; 178(5):413-24.

Milici AJ, and Bankston PW (1981). Am J Anat.; 160(4):435-48.

Millington-Sanders C, Meir A, Lawrence L, and Stolinski C (1998). J Anat.; 192 ( Pt4):573-81.

Morin-Surun MP, Boudinot E, Schäfer T, and Denavit-Saubié M (1995). J Physiol.; 485 ( Pt 1):203-12.

Movat HZ, and Fernando NV (1963). Exp Mol Pathol.; 14:549-63.

Movat HZ, and Fernando NV (1964). Exp Mol Pathol.; 34:98-114.

Murugaian J, Sundaram K, Krieger A, and Sapru H (1990). Brain Res Bull.; 24(4):537-42.

Okada Y, Kuwana S, Chen Z, Ishiguro M, and Oku Y (2009). Adv Exp Med Biol.; 648:377-85.

Opthof T, de Jonge B, Jongsma HJ, and Bouman LN (1987). Eur Heart J; 8(11):1249-59.

Opthof T, de Jonge B, Mackaay AJ, Bleeker WK, Masson-Pevet M, Jongsma HJ, and Bouman LN (1985). J Mol Cell Cardiol.; 17(6): 549-64.

Purkinje JE (1845). Arch Anat Physiol; 22 :281.

Pyner S, and Coote JH (1995). J Auton Nerv Syst.; 52(1):35-41.

Ratajska A, and Fiejka E (1999). Anat Embryol (Berl).; 200(5):533-40.

Reddy NP (1986). Crit Rev Biomed Eng.; 14(1):45-91.

Renaudin JM, Fiscel C, Mercier F, Denost F, Turpault I, Falson OB, and Finet M (1999). Angiology; 50(1):21-30.

Ross CA, Ruggiero DA, and Reis DJ (1985). J Comp Neurol.; 242(4):511-34.

Ross LL (1959). J Biophys Biochem Cytol.; 6:253-62.

Schmitt and Schmitt (1964). Arch Int Pharmacodyn Ther.; 150:306-21.

Schwartz SM, and Benditt EP (1972). Am J Pathol.; 66(2):241-64.

Shimada T, Noguchi T, Kitamura H, Matsufuji Y, and Campbell GR (1988). Heart Vessels.; 4(3):123-7.

Shin HS, Hulbert WC, and Biggs DF (1987). J Morphol.; 194(1):65-74.

Silbiger JJ, and Bazaz R (2009). Am Heart J.; 158(6):887-95.

Silverman ME, and Hurst JW (1968). Am Heart J.; 76(3):399-418.

Simpson FO, and Devine CE (1966). J Anat.; 100(Pt 1):127-37.

Spyer KM (1982). J Exp Biol.; 100:109-28.

Spyer KM (1994). J Physiol.; 474(1):1-19.

Stockard CR (1915). Proc Natl Acad Sci (USA); 1(11):556-62.

Suzuki N, and Hardebo JE (1991). J Auton Nerv Syst.; 36(1):39-46.

Tani E, Yamagata S, and Ito Y (1977). Cell Tissue Res.; 179(1):131-42.

Tawara S (1906). Das Reizleitugssystem des sauetierkersens, Jena, Fisher

Taylor EW, Jordan D, and Coote JH (1999). Physiol Rev.; 79(3):855-916.

Thayer JM, Meyers K, Giachelli CM, and Schwartz SM (1995). Cell Mol Biol Res.; 41(4):251-62.

Tomanek RJ, Haung L, Suvarna PR, O’Brien LC, Ratajska A, and Sandra A (1996). Cardiovasc Res.; 31 (Spec No) :E116-26.

Tremper KK (1977). N Engl J